Introduction
Selon la réglementation française, le don de cellules souches hématopoïétiques (CSH) ne doit faire courir aucun risque au donneur, son geste ne lui apportant pas de bénéfice direct. Les différents examens réalisés avant la greffe doivent donc permettre de répondre à cette exigence. Leur but est par ailleurs de dépister une éventuelle maladie qui pourrait être transmise au receveur. Ainsi, des analyses sont réalisées à la recherche de marqueurs infectieux qui pourraient avoir une incidence en post-greffe. Certains algorithmes décisionnels sont actuellement bien définis par l’agence nationale de sécurité du médicament et des produits de santé (ANSM), comme ceux concernant les virus de l’immunodéficience humaine (VIH), de l’hépatite B ou de l’hépatite C ; d’autres ne font pas l’objet de consensus. Les recommandations concernent l’ensemble des transplantations d’organe, sans prendre en compte les spécificités de la greffe de CSH. De plus, il n’existe que peu de données dans la littérature sur les risques de transmission et de complications, précoces ou à long terme, encourus par le receveur. Nous avons donc cherché à définir des recommandations concernant la conduite à tenir lorsque le donneur a une sérologie IgM positive témoignant d’une infection récente (primo-infection ou réactivation) au cytomégalovirus (CMV), au virus d’Epstein-Barr (EBV), ou en faveur d’une toxoplasmose ou d’une syphilis active.
1. Cytomégalovirus
Lorsque la sérologie IgM est positive dans le sang, il existe un risque que le virus se réplique également dans les CSH. La durée de la virémie est alors d’environ 4 semaines (1) . L’analyse de la littérature ne retrouve que peu de données sur le risque réel de transmission.
Il convient dans un premier temps de réaliser une PCR dans le sang du donneur pour évaluer le degré de réplication du virus (la fiabilité de la sérologie IgM est toutefois bonne, avec peu de faux positifs) (2) . Si la charge virale est indétectable, la greffe peut être réalisée. Si la PCR CMV est positive, la recherche d’un autre donneur est recommandée. Toutefois, l’éventualité d’un report de la greffe doit être discutée en réunion de concertation pluridisciplinaire (RCP). La décision dépend ainsi du degré d’urgence de la greffe :
- En cas de greffe non urgente : attendre que la charge virale ne soit plus détectable par PCR pour organiser la greffe, avec une surveillance de la PCR CMV toutes les 2 semaines.
- En cas de greffe urgente : en l’absence de donneur alternatif, ne pas décaler la greffe. Une surveillance hebdomadaire de la PCR CMV du receveur est recommandée jusqu’à J100 après la greffe.
2. Virus d’Epstein-Barr
L’interprétation d’une sérologie IgM positive est parfois difficile car il existe de nombreux faux positifs et il peut y avoir des discordances entre les IgM VCA et EBNA. Elle peut correspondre soit à une primo-infection, soit, plus rarement, à une réactivation (3) . Un contrôle sérologique est alors indiqué mais le délai avant l’allogreffe le permet rarement. Il est donc recommandé de réaliser une PCR EBV pour quantifier le degré de réplication chez le donneur (4) . Elle ne permet pas de distinguer la primo-infection de la réactivation mais permet d’évaluer le risque de transmission du virus. La durée de la virémie est le plus souvent de plusieurs mois, avec parfois même des formes chroniques (3) . Nous avons trouvé peu de données dans la littérature sur la période à risque de transmission.
Si la PCR EBV est négative, la greffe peut être réalisée. En revanche, si la PCR EBV est positive (selon le seuil défini par le laboratoire), la recherche d’un autre donneur est fortement recommandée. Toutefois, la prise en charge dépend du degré d’urgence de la réalisation de la greffe :
- En cas de greffe non urgente : privilégier la recherche d’un donneur alternatif disponible ou le recrutement d’un autre donneur. Le cas échéant, attendre que la PCR EBV du donneur devienne négative.
- En cas de greffe urgente : choisir un autre donneur, si disponible. S’il n’existe pas d’alternative, la décision du maintien de la greffe ou de son report est laissée au centre greffeur en fonction de la balance entre les bénéfices et les risques potentiels. Une surveillance hebdomadaire de la PCR EBV du receveur est alors nécessaire jusqu’à J100 après la greffe.
3. Toxoplasmose
Il s’agit d’une infection opportuniste dont l’incidence reste rare après allogreffe de CSH (environ 0,8%). La séroprévalence est variable selon les pays, allant de moins de 15% aux Etats-Unis jusqu’à 50 à 80% en Europe. La durée de l’infection chez l’immunocompétent est d’environ 4 semaines. En cas d’infection chez le receveur, le parasite prolifère dans l’ensemble des cellules mononucléées (5) . De rares cas de transmission par le greffon ou les produits sanguins ont été rapportés chez des receveurs ayant une sérologie pré-greffe négative. Néanmoins, il n’existe actuellement d’attitude consensuelle ni sur le dépistage avant la greffe ni sur la prophylaxie en post-greffe.
En pratique, nous recommandons de réaliser une sérologie Toxoplasma gondii avec IgG et IgM dans le sang du donneur et celui du receveur. Notons que son interprétation peut être faussement positive en cas de perfusion d’immunoglobulines polyvalentes récente. Si les sérologies IgM et IgG sont positives chez le donneur, un test d’avidité des IgG permettra de dater l’ancienneté de l’infection (certaines formes chroniques peuvent persister 2 à 3 ans). Si seule la sérologie IgM est positive, il convient de réaliser une PCR Toxoplasma gondii (bien que sa valeur ne repose que sur peu de données chez l’immunocompétent) (6) . La greffe peut être réalisée si la PCR est négative. En revanche, si elle est positive, nous recommandons de rechercher un donneur alternatif et de discuter en RCP du degré d’urgence de la greffe :
- En cas de greffe non urgente : privilégier la recherche d’un donneur alternatif disponible ou le recrutement d’un autre donneur. Le cas échéant, attendre que la PCR du donneur devienne négative.
- En cas de greffe urgente : choisir un autre donneur, si disponible. S’il n’existe pas d’alternative, le centre greffeur peut décider de réaliser la greffe, sous couvert d’une prophylaxie chez le receveur, associée à une surveillance rapprochée.
4. Syphilis
L’incidence de la syphilis est désormais devenue rare en Europe. La sérologie syphilis est obligatoirement réalisée chez le donneur avant la greffe. Les techniques les plus sensibles sont celles qui dépistent les IgM (FTA-IgM, ELISA/IgM, SPHA) (7) . En cas de sérologie positive chez le donneur, il convient de solliciter l’avis d’un infectiologue pour la conduite à tenir. Nous rappelons en outre qu’il s’agit d’une maladie à déclaration obligatoire.
Si l’infection est confirmée chez le donneur, deux situations se présentent :
- En cas de donneur familial : la greffe peut être réalisée après prise en charge du donneur et résolution de l’épisode infectieux,
- En cas de donneur volontaire de moelle osseuse : le donneur est récusé et un donneur alternatif doit être recherché.
Questions résiduelles
L’interprétation des sérologies dans le particulier cas de greffe de sang placentaire soulève encore des questions.
Par ailleurs, les modalités d’instauration d’une prophylaxie chez le receveur restent discutées en cas de décision de greffe en présence d’une infection active à EBV, CMV ou toxoplasmose chez le donneur (notamment en raison de la nécessaire prise en compte de la toxicité hématologique).
RÉFÉRENCES
1. Drew WL. Diagnosis of cytomegalovirus infection. Rev. Infect. Dis. 1988 Aug;10 Suppl 3:S468–476.
2. Atkinson C, Emery VC. Cytomegalovirus quantification: where to next in optimising patient management? J. Clin. Virol. 2011 Aug;51(4):223–8.
3. Tsuchiya S. Diagnosis of Epstein-Barr virus-associated diseases. Crit. Rev. Oncol. Hematol. 2002 Dec;44(3):227–38.
4. Fan H, Robetorye RS. Epstein-Barr Virus (EBV) Load Determination Using Real-Time Quantitative Polymerase Chain Reaction. Methods Mol. Biol. 2013;999:231–43.
5. Montoya JG, Liesenfeld O. Toxoplasmosis. Lancet. 2004 Jun 12;363(9425):1965–76.
6. Su C, Shwab EK, Zhou P, Zhu XQ, Dubey JP. Moving towards an integrated approach to molecular detection and identification of Toxoplasma gondii. Parasitology. 2010 Jan;137(1):1–11. 7. Fenton KA, Breban R, Vardavas R, Okano JT, Martin T, Aral S, et al. Infectious syphilis in high-income settings in the 21st century. The Lancet Infectious Diseases. 2008 Apr;8(4):244–53.
